Simwastatyna opóźnia gojenie złamań w warunkach niedokrwiennych

Czy simwastatyna modyfikuje metabolizm kości?

Simwastatyna, powszechnie stosowany inhibitor reduktazy 3-hydroksy-3-metylo-glutarylo-koenzymu A (HMG-CoA), jest przede wszystkim wykorzystywana w leczeniu hipercholesterolemii lub złożonych dyslipidemii. U pacjentów z jawną miażdżycową chorobą serca lub cukrzycą, simwastatyna udowodniła swoją skuteczność w redukcji śmiertelności i zachorowalności z przyczyn sercowo-naczyniowych. Jednakże poza korzystnym wpływem na układ sercowo-naczyniowy, wykazano, że simwastatyna może również oddziaływać na proces gojenia kości, choć dotychczasowe wyniki badań są kontrowersyjne.

Badania in vitro wykazały, że simwastatyna zwiększa żywotność i różnicowanie osteoblastów. Dodatkowo stymuluje ona szlaki sygnałowe kostno-anaboliczne receptora estrogenowego-α oraz hamuje aktywność osteoklastów. Z drugiej strony, simwastatyna zmniejsza ekspresję metaloproteinazy macierzy (MMP)-9, co może wpływać na żywotność i funkcjonalność osteoklastów, osteoblastów i osteocytów, prowadząc do zaburzenia rekanalizacji tkanki kostnej i angiogenezy w procesie gojenia złamań. Kontrowersyjne efekty simwastatyny na tkankę kostną obserwowano również in vivo – podczas gdy zwiększa ona objętość kości beleczkowej oraz wytrzymałość na ściskanie trzonów kręgów w warunkach fizjologicznych u szczurów, wykazano również, że może zmniejszać gęstość kości w sposób zależny od dawki u tych zwierząt.

Czy simwastatyna wpływa na opóźnione gojenie złamań?

Wielu pacjentów ze złamaniami przyjmuje simwastatynę z powodu współistniejących chorób sercowo-naczyniowych. W rzeczywistości, stosowanie statyn wykazało silny wzrost o 197% między latami 2008-2009 a 2018-2019. Chociaż podejmowano wysiłki w celu zrozumienia wpływu simwastatyny na gojenie kości w warunkach fizjologicznych, jej wpływ na gojenie kości w warunkach niedokrwiennych nie został dotychczas przeanalizowany. Co istotne, warunki niedokrwienne stanowią główny czynnik ryzyka opóźnionego gojenia kości i mogą nawet prowadzić do braku zrostu. Dlatego celem badania było zbadanie wpływu simwastatyny na opóźnione gojenie kości in vivo w wymagających warunkach niedokrwiennych.

Jak przeprowadzono badanie w modelu niedokrwiennym?

W badaniu wykorzystano 44 myszy CD-1 (22 samce i 22 samice) o masie ciała 37,5 g ± 5,5 g. Zwierzęta były hodowane w Instytucie Chirurgii Klinicznej i Eksperymentalnej, Uniwersytet Saary, Niemcy, utrzymywane w regularnym cyklu światła i ciemności (12-godzinny rytm dzień/noc) i miały swobodny dostęp do wody z kranu i standardowej karmy granulowanej. Badanie przeprowadzono zgodnie z niemieckim prawodawstwem dotyczącym ochrony zwierząt oraz wytycznymi Narodowych Instytutów Zdrowia (NIH) dotyczącymi opieki i użytkowania zwierząt laboratoryjnych i zostało zatwierdzone przez lokalne władze (numer zezwolenia: 35/2020; Państwowy Urząd Ochrony Konsumentów, Saarbrücken, Niemcy).

Zastosowano dobrze ugruntowany model niedokrwienia, jak opisano szczegółowo wcześniej. Krótko mówiąc, znieczulenie uzyskano poprzez dootrzewnowe podanie 75 mg/kg masy ciała ketaminy i 12 mg/kg masy ciała ksylazyny 2%. Wykonano nacięcie o długości 8 mm na prawej kończynie tylnej, przyśrodkowo do rzepki w kierunku tętnicy udowej, równolegle do przebiegu naczyń. Tętnica głęboka udowa została podwiązana dwukrotnie nierozpuszczalnym szwem 6-0 w celu stworzenia warunków niedokrwiennych. Torebkę stawu kolanowego otwarto podłużnie wzdłuż przyśrodkowego brzegu rzepki, umożliwiając boczne przemieszczenie rzepki w celu odsłonięcia kłykci kości udowej. Wywiercono otwór o średnicy 0,5 mm w dole międzykłykciowym, a następnie igłę iniekcyjną o średnicy 0,4 mm wprowadzono do kanału śródszpikowego. Przez igłę wprowadzono prowadnik wolframowy o średnicy 0,2 mm do kanału śródszpikowego. Po usunięciu igły, złamano kość udową przy użyciu tępej gilotyny o określonej wadze i wysokości. Implantowano tytanową śrubę śródszpikową w celu stabilizacji złamania.

Zwierzęta z grupy simwastatyny (n = 22) otrzymywały 30 mg/kg masy ciała simwastatyny (Hexal AG, Holzkirchen, Niemcy) codziennie doustnie (poprzez zgłębnik dożołądkowy) od dnia operacji, aby osiągnąć dawkę porównywalną do stosowanej w praktyce klinicznej. Zwierzęta z grupy kontrolnej (n = 22) otrzymywały równoważną objętość nośnika (NaCl 0,9%; Braun, Melsungen, Niemcy). Zwierzęta uśmiercono przez dyslokację szyjną po 2 tygodniach (n = 14 grupa kontrolna; n = 13 grupa simwastatyny) lub po 5 tygodniach (n = 8 grupa kontrolna; n = 9 grupa simwastatyny) po operacji. Wykonano obrazowanie rentgenowskie w celu potwierdzenia złamania i pozycji implantu. Pobrano kości udowe do dalszych analiz.

Do analizy biomechanicznej wypreparowano prawe i lewe kości udowe po 2 tygodniach (n = 9 grupa kontrolna; n = 8 grupa simwastatyny) i po 5 tygodniach (n = 8 grupa kontrolna; n = 9 grupa simwastatyny), oczyszczono z tkanek miękkich. Po usunięciu implantów zmierzono sztywność kalusowej masy kostnej [N/mm] za pomocą urządzenia do trójpunktowego zginania (Mini-Zwick Z 2.5; Zwick, Ulm, Niemcy), jak opisano wcześniej. Obciążenie zatrzymywano indywidualnie w każdym przypadku, gdy aktualna krzywa obciążenia-przemieszczenia odbiegała o więcej niż 1% od liniowości. Względną sztywność zginania [%] uzyskano porównując wyniki złamanej kości udowej ze sztywnością zginania zdrowej kości udowej po stronie przeciwnej. Stosując to niedestrukcyjne podejście do analiz biomechanicznych, kości udowe mogły być również wykorzystane do późniejszych analiz mikro-tomografii komputerowej (μCT) i histologicznych. Takie podejście doprowadziło do znacznego zmniejszenia liczby potrzebnych zwierząt, zgodnie z zasadą 3R (zastąpienie, zmniejszenie, udoskonalenie).

Wykonano zdjęcia rentgenowskie (MX-20 Faxitron; X-ray Corporation, Wheeling, IL, Stany Zjednoczone) złamanych kości udowych po 2 tygodniach (n = 9 grupa kontrolna; n = 8 grupa simwastatyny) i po 5 tygodniach (n = 8 grupa kontrolna; n = 9 grupa simwastatyny) po operacji w celu makroskopowej oceny uszkodzonych kości udowych. Następnie złamane kości udowe analizowano za pomocą μCT (Skyscan 1176; Bruker, Billerica, Stany Zjednoczone). W tym celu kości udowe skanowano z rozdzielczością przestrzenną 7,5 μm przy użyciu standaryzowanej konfiguracji, jak opisano wcześniej. Aby wyrazić wartości szarości jako zawartość minerałów (gęstość mineralna kości; BMD), do kalibracji użyto fantomowych prętów hydroksyapatytu wapnia (CaHA) o znanych wartościach BMD. Obszar zainteresowania (ROI) był konturowany ręcznie na każdym przekroju poprzecznym, definiując wyłącznie nową kość i wykluczając oryginalną kość korową. ROI przetwarzano za pomocą procedury progowania (CTAnalyzer, Bruker), która pozwalała na rozróżnienie między kością a tkanką miękką. Progi do rozróżnienia między kością a tkanką miękką opierały się na wizualnej inspekcji obrazów, jakościowym porównaniu z przekrojami histologicznymi i wcześniejszymi badaniami badającymi naprawę kości i tkankę kalusową za pomocą μCT. BMD o wartości większej niż 0,410 g/cm³, dająca wartości szarości 68-255, została zdefiniowana jako zmineralizowana kość. Następujące parametry μCT obliczono z ROI kalusowej masy kostnej dla każdej próbki: stosunek objętości kości (BV) do całkowitej objętości (TV) kalusowej masy kostnej (BV/TV [%]), liczba beleczek (TbN [1/mm]), separacja beleczek (TbSp [mm]) i grubość beleczek (TbTh [mm]).

Do analizy histomorfometrycznej kości utrwalano w 4% roztworze formaliny (Carl Roth, Karlsruhe, Niemcy) przez 24 h i odwapniano w roztworze kwasu etylenodiaminotetraoctowego (EDTA) przez 2 tygodnie. Przeprowadzono odwodnienie w rosnącej serii alkoholi. Przekroje podłużne o grubości 5 μm barwiono Safranin-O po zatopieniu odwapnionych kości w parafinie (grupa kontrolna: n = 9 po 2 tygodniach i n = 8 po 5 tygodniach; grupa simwastatyny: n = 7 po 2 tygodniach i n = 9 po 5 tygodniach). W celu wykonania pomiarów ilościowych, preparaty histologiczne zdigitalizowano (mikroskop fluorescencyjny Keyence BioZero BZ8100, Keyence Deutschland, Neu-Isenburg, Niemcy). Przy powiększeniu ×12,5 obliczono wskaźniki strukturalne w oparciu o zalecenia, jak opisano wcześniej. Do oceny histomorfometrycznej zmierzono następujące parametry: (i) całkowity obszar kalusowej masy kostnej okostnowej [mm²], (ii) obszar kalusowej masy kostnej [mm²], (iii) obszar kalusowej masy kostnej chrzęstnej [mm²] i (iv) obszar kalusowej masy kostnej tkanki łącznej [mm²]. Całkowity obszar kalusowej masy kostnej okostnowej zdefiniowano jako całą kostną, chrzęstną i włóknistą tkankę kalusową poza korą. Każdy obszar zaznaczono i obliczono przy użyciu systemu analizy ImageJ (NIH, Bethesda, Stany Zjednoczone).

Ekspresję białek w tkance kalusowej określono za pomocą analiz Western blot, w tym ekspresję klastra różnicowania 31 (CD31), białka morfogenetycznego kości (BMP)-2, kinazy 3-fosfoinozytolu (PI3K), czynnika wzrostu śródbłonka naczyniowego (VEGF), liganda receptora aktywatora czynnika jądrowego kappa-B (RANKL) i osteoprotegeryny (OPG). Po pobraniu kalusowej masy kostnej 2 tygodnie po operacji (n = 5 w każdej grupie), materiał natychmiast przenoszono do ciekłego azotu, a następnie przechowywano w -80°C. Po zabezpieczeniu całej frakcji białkowej, białka rozdzielono i przeniesiono na membrany zgodnie ze standardowymi protokołami i badano za pomocą przeciwciał anty-CD31 (1:30, Cell Signaling Technology Europe B.V., Frankfurt nad Menem), anty-BMP-2 (1:30, R&D Systems, Minneapolis, Stany Zjednoczone), anty-PI3K (1:30, R&D Systems), anty-VEGF (1:100, Abcam, Cambridge, Wielka Brytania), anty-RANKL (1:30, Abcam) i anty-OPG (1:30, R&D Systems). Wszystkie przeciwciała inkubowano przez noc w 4°C, a następnie przez 4 h w temperaturze pokojowej. Odpowiednie przeciwciała anty-IgG sprzężone z peroksydazą służyły jako przeciwciała wtórne (Dako Agilent Technologies, Kalifornia, Stany Zjednoczone i R&D Systems). Ekspresję białek wizualizowano za pomocą chemiluminescencji wzmocnionej luminolem po ekspozycji membrany na Intas ECL Chemocam Imager (Intas Science Imaging Instrument GmbH, Göttingen, Niemcy). W celu korekcji nierównego ładowania, sygnały normalizowano do sygnałów β-aktyny (Santa Cruz Biotechnology, Heidelberg, Niemcy).

Analizy statystyczne przeprowadzono przy użyciu oprogramowania SigmaPlot 13.0 (Systat Software, Inc., San José, Stany Zjednoczone). Wszystkie dane podano jako średnie ± błąd standardowy średniej (SEM). Wartości odstające (>2 SEM) nie zostały uwzględnione w późniejszej analizie danych. Dane najpierw testowano pod kątem rozkładu normalnego (test Shapiro-Wilka) i równej wariancji (test Browna-Forsythe’a). W przypadku danych parametrycznych, porównania między dwiema grupami eksperymentalnymi przeprowadzono za pomocą nieparzystego testu t-Studenta. W przypadku rozkładu nieparametrycznego, przeprowadzono test sumy rang Manna-Whitneya. Wartość p <0,05 uznano za wskazującą istotne różnice.

Jakie wyniki przyniosły analizy biomechaniczne i obrazowe?

Bezwzględna sztywność zginania w grupie simwastatyny wykazywała tendencję do nieco niższych wartości niż w grupie kontrolnej po 2 tygodniach (kontrola: 5,01 ± 1,46 N/mm; simwastatyna: 3,03 ± 0,43 N/mm; p > 0,05) i po 5 tygodniach (kontrola: 51,29 ± 12,68 N/mm; simwastatyna: 48,99 ± 12,45 N/mm; p > 0,05) po operacji w porównaniu między grupami. Ta nieistotna tendencja odzwierciedlała się również w względnej sztywności zginania 2 i 5 tygodni po operacji. Porównanie wewnątrzgrupowe wykazało znaczący wzrost względnej sztywności zginania dla obu grup od 2 do 5 tygodni po operacji.

Zdjęcia rentgenowskie złamanych kości udowych wykazały tworzenie się nieprzezroczystej dla promieni rentgenowskich kalusowej masy kostnej z mostkowym połączeniem miejsca złamania po 2 tygodniach w obu grupach. Po 5 tygodniach po operacji, kalusowa masa kostna wykazywała oznaki przebudowy. Co ciekawe, analizy μCT wykazały znacząco zmniejszoną bezwzględną objętość kości w kalusowej masie kostnej zwierząt leczonych simwastatyną w porównaniu do kontroli po 2 tygodniach (kontrola: 6,41 ± 0,92 mm³; simwastatyna: 3,30 ± 0,37 mm³; p < 0,05) i po 5 tygodniach (kontrola: 8,75 ± 1,48 mm³; simwastatyna: 4,08 ± 0,89 mm³; p < 0,05). Zgodnie z tym, BV/TV był również znacząco zmniejszony po leczeniu zwierząt simwastatyną w porównaniu do zwierząt kontrolnych po 2 i 5 tygodniach. Porównanie wewnątrzgrupowe BV/TV między wynikami po 2 i 5 tygodniach wykazało znaczący wzrost BV/TV w obu grupach. Parametry beleczkowe analizy μCT wykazały znacząco zmniejszony TbN po 2 i 5 tygodniach u zwierząt z grupy simwastatyny. Ponadto, TbSp był zwiększony po 2 tygodniach, a TbTh był zmniejszony po 5 tygodniach w kościach udowych grupy simwastatyny.

Analizy histomorfometryczne złamanych kości udowych 2 tygodnie po operacji wykazały tworzenie się kalusowej masy kostnej w miejscu urazu, która nie wykazywała kostnego mostkowania złamania w obu grupach w tym wczesnym punkcie czasowym w porównaniu do kości udowych 5 tygodni po operacji. Pięć tygodni po operacji, całkowity obszar kalusowej masy kostnej okostnowej w grupie simwastatyny był znacząco zmniejszony w porównaniu do kontroli (kontrola: 6,45 ± 0,29 mm²; simwastatyna: 4,58 ± 0,25 mm²; p < 0,05). Analizy składu kalusowej masy kostnej wykazały tendencję do mniejszej ilości kości u zwierząt z grupy simwastatyny 2 tygodnie po operacji, jednak bez istotnej różnicy (2 tygodnie: kontrola: 25,12% ± 5,26%; simwastatyna: 14,22% ± 2,98%; 5 tygodni: kontrola: 50,19% ± 4,62%; simwastatyna: 47,27% ± 7,13%). Proporcja kości znacząco wzrosła w okresie badania w obu grupach. W przeciwieństwie do tego, porównanie wewnątrzgrupowe tkanki chrzęstnej wykazało znaczący spadek w czasie z bardzo małą ilością chrząstki 5 tygodni po operacji w obu grupach bez znaczących różnic w porównaniu między grupami. Analiza tkanki łącznej nie wykazała żadnych różnic między grupami.

Ekspresja markera naczyń krwionośnych CD31 była znacząco wyższa w kalusowej masie kostnej złamanych kości udowych u zwierząt leczonych simwastatyną. Ponadto, VEGF wykazywał niewielki wzrost, jednak bez istotnych różnic. Co ciekawe, marker osteogenny BMP-2 wykazywał znacząco niższą ekspresję w tkance kalusowej kości udowych w grupie simwastatyny w porównaniu do kontroli. Ilość PI3K była znacząco wyższa u zwierząt leczonych simwastatyną w porównaniu do kontroli. W kontekście osteoklastogenezy, poziomy RANKL i OPG wykazywały tendencję do wyższych wartości u zwierząt leczonych simwastatyną niż u zwierząt kontrolnych, jednak bez istotnych różnic.

Co mówią dalsze analizy o mechanizmach działania simwastatyny?

Badanie to po raz pierwszy wykazuje, że simwastatyna upośledza gojenie złamań w warunkach niedokrwiennych w dobrze ugruntowanym mysim modelu opóźnionego gojenia złamań. Efekt ten był głównie obserwowany we wczesnym punkcie czasowym 2 tygodni po operacji.

Farmakologiczny efekt simwastatyny jest pośredniczony przez hamowanie enzymu reduktazy HMG-CoA, co prowadzi do zmniejszenia syntezy cholesterolu. Poza kilkoma plejotropowymi efektami, simwastatyna wpływa na metabolizm kości w warunkach fizjologicznych, z kontrowersyjnymi wynikami w najnowszej literaturze.

Simwastatyna stymuluje szlaki sygnałowe kostno-anaboliczne receptora estrogenowego-α, co prowadzi do zmniejszonej ekspresji RANKL i zwiększonej ekspresji OPG, hamując tym samym aktywność osteoklastów. Analizy Western blot nie wykazały istotnych różnic w ekspresji RANKL/OPG. Ponadto, ekspresja markera osteogennego BMP-2 była znacząco zmniejszona. Można więc spekulować, że warunki niedokrwienne w używanym modelu mogły znacząco pogorszyć wpływ simwastatyny na gojenie kości w porównaniu do warunków fizjologicznych, zmniejszając jej wpływ na szlak RANKL/OPG i zaburzając jej aktywność osteogenną.

Co ciekawe, doniesiono, że simwastatyna ma szkodliwy wpływ na metabolizm kości poprzez regulację w dół aktywności MMP-9, co może zatem zakłócać proces gojenia kości. Jako ograniczenie, ekspresja MMP-9 nie była badana w obecnym badaniu. Dalsze badania będą pomocne w analizie, czy szkodliwy wpływ simwastatyny na gojenie kości w warunkach niedokrwiennych obserwowany w obecnym badaniu był spowodowany wpływem na szlak MMP-9.

Kontrowersyjne efekty simwastatyny na metabolizm kości i gojenie złamań raportowane w obecnej literaturze mogą być również wyjaśnione stosowaniem różnych dawek, gatunków, linii komórkowych i typów statyn. Chissas i wsp. badali wpływ simwastatyny w dwóch różnych dawkach doustnych na gojenie złamań po osteotomii łokciowej u królików. Dawki 10 mg/kg masy ciała dziennie nie wykazywały ani pozytywnego, ani negatywnego wpływu na gojenie kości. Jednakże przy dawce 30 mg/kg masy ciała, równoważnej dawce stosowanej w tym badaniu, podawanie simwastatyny skutkowało zmniejszoną gęstością mineralną kości, sztywnością zginania i tworzeniem kalusowej masy kostnej. Autorzy założyli, że osteoblasty i osteoklasty różnią się wrażliwością na pewne substancje. Zgodnie z tym, możliwe jest, że osteoklasty są wrażliwe na simwastatynę w wyższej dawce, co prowadzi do zwiększonych procesów resorpcji kości. Zgodnie z tymi wynikami, zmniejszone BV, BV/TV i parametry beleczkowe w analizie μCT, a także negatywne wyniki histomorfometryczne u zwierząt leczonych simwastatyną w obecnym badaniu mogły być spowodowane efektem zależnym od dawki. Wyniki te mogą być również istotne w kontekście klinicznym, biorąc pod uwagę, że wybrana dawka jest porównywalna do stosowanej w praktyce klinicznej.

Jednakże ten szkodliwy efekt nie wydaje się powodować braku zrostu w miejscu złamania, co obserwowano poprzez zwiększenie tkanki kostnej i oznaki przebudowy 5 tygodni po operacji w porównaniu do wyników 2 tygodnie po operacji u zwierząt leczonych simwastatyną. W rzeczywistości, większość wyników biomechanicznych, radiologicznych i histomorfometrycznych po 5 tygodniach w grupie simwastatyny była podobna do zwierząt z grupy kontrolnej i tym samym wykazywała typowy przebieg opóźnionego gojenia kości, jak opisano wcześniej.

Szkodliwy wpływ simwastatyny wydawał się być najbardziej widoczny we wczesnym punkcie czasowym 2 tygodni po operacji. Co ciekawe, Lima i wsp. (2011) oraz Calixto i wsp. (2011) zaobserwowali silną miejscową reakcję zapalną obejmującą obrzęk, martwicę i inkrustację w niektórych przypadkach miejscowego podawania wysokiej dawki simwastatyny. Można spekulować, że zwiększona ekspresja PI3K, która jest znana z regulacji kilku kluczowych procesów w odpowiedzi zapalnej na uraz i infekcję, jest spowodowana zmienioną odpowiedzią zapalną we wczesnej fazie po rozpoczęciu terapii simwastatyną.

Wiadomo, że podczas wczesnej fazy gojenia kości zachodzi angiogeneza, a osteogeneza następuje po neowaskularyzacji. Interakcja komórek śródbłonka i osteoblastów ma kluczowe znaczenie dla pomyślnego gojenia w trakcie tego wysoce skoordynowanego procesu. W tym badaniu, ekspresja angiogenicznego CD31 była znacząco wyższa 2 tygodnie po operacji u zwierząt leczonych simwastatyną. W przeciwieństwie do tego, ekspresja osteogenicznego BMP-2 była znacząco zmniejszona w tym punkcie czasowym. Doprowadziło to do znacząco zmienionego stosunku markerów angiogenicznych do osteogenicznych w tkance kalusowej. Istotna rola tego stosunku w gojeniu złamań została opisana wcześniej. W rzeczywistości, Orth i wsp. donoszą, że nadmierna stymulacja angiogenezy może upośledzać tworzenie kości i gojenie złamań w warunkach fizjologicznych. W przeciwieństwie do tego, kontrolowane podawanie czynników wzrostu o określonym pro-osteogenicznym stosunku angiogenezy/osteogenezy (VEGF:BMP-2 (1:2)) poprawia gojenie kości i zapobiega tworzeniu się braku zrostu. Chociaż wystarczająca angiogeneza jest niezbędna dla gojenia złamań w celu dostarczenia składników odżywczych, podawanie simwastatyny mogło przesunąć ten niezwykle ważny stosunek markerów angiogenicznych i osteogenicznych w kierunku angiogenezy w miejscu złamania.

Podsumowując, te nowe odkrycia wykazują, że simwastatyna upośledza wczesne gojenie złamań w warunkach niedokrwiennych w wymagającym mysim modelu, jednakże bez całkowitego zapobiegania gojeniu kości. Efekt ten jest najprawdopodobniej spowodowany pro-angiogenicznym przesunięciem w stosunku angiogenicznych i osteogenicznych markerów ekspresji w tkance kalusowej we wczesnej fazie procesu gojenia. Na podstawie tych wyników, leczenie simwastatyną pacjentów ze złamaniami cierpiących na niedokrwienie tkanek może nie być zalecane.

Podsumowanie

Simwastatyna, powszechnie stosowany lek obniżający cholesterol, może negatywnie wpływać na gojenie złamań w warunkach niedokrwiennych. Badanie przeprowadzone na modelu mysim wykazało, że podawanie simwastatyny w dawce porównywalnej do stosowanej klinicznie (30 mg/kg masy ciała) upośledza wczesny proces gojenia kości, szczególnie w ciągu pierwszych dwóch tygodni po złamaniu. Analizy biomechaniczne, mikro-tomografii komputerowej i histomorfometryczne ujawniły znacząco zmniejszoną objętość kości, gęstość mineralną oraz parametry beleczkowe w kalusowej masie kostnej zwierząt leczonych simwastatyną. Mechanizm tego działania wiąże się ze zmianą stosunku markerów angiogenicznych do osteogenicznych – simwastatyna zwiększa ekspresję CD31 (marker naczyń krwionośnych) przy jednoczesnym zmniejszeniu ekspresji BMP-2 (marker osteogenny), co prowadzi do nadmiernej angiogenezy kosztem tworzenia kości. Dodatkowo zaobserwowano zwiększoną ekspresję PI3K, co może wskazywać na zmienioną odpowiedź zapalną. Mimo że simwastatyna opóźnia proces gojenia, nie prowadzi do całkowitego braku zrostu – po pięciu tygodniach większość parametrów u zwierząt leczonych była porównywalna do grupy kontrolnej. Badanie sugeruje, że u pacjentów ze złamaniami, szczególnie w warunkach niedokrwiennych tkanek, stosowanie simwastatyny może wymagać ostrożności i ponownej oceny terapii.